• Experimental Biochemistry – Deneysel Biyokimya

    Laboratuvar ve İşletmelerde Uyulması Gereken Emniyetli Çalışma Kuralları

     

    Laboratuvar ve İşletmelerde Uyulması Gereken Emniyetli Çalışma Kuralları

    Genel Laboratuvar Kuralları
    01. İdari bölüm, fiziksel, kimyasal ve mikrobiyoloji analiz laboratuvar bölümleri ayrı birimler halinde planlanmalıdır.
    02. Laboratuvarlar yapılan analizin özelliğine uygun bir şekilde planlanmalı ve çalışmalıdır.
    03. Personel için yeteri kadar soyunma dolabı bulundurulmalı, kadın ve erkek personel için soyunma odaları ve sosyal alan düşünülmelidir. Laboratuvara çanta, palto, hırka, mont ve gereksiz malzeme getirilmemelidir.
    04. Laboratuvarlar özel çevre koşulları gerektiren analizlerde bu koşulları kontrol etmeye yarayan alet ¬ ekipmanlarla donatılmış olarak ayrı bölümler halinde planlanmalıdır.
    05. Laboratuvarlar toz, nem, buhar, titreşim, elektromanyetik etkenler ve zararlı canlılar gibi olumsuz etmenlerden korunmalıdır. Çalışma alanları 20ºC sıcaklıkta sabit tutulmalıdır.
    06. Analiz yapılan bölümler, çalışan personelin rahatça hareket etmesine olanak sağlayacak genişlikte planlanmalıdır.
    07. Boru sistemleri, radyatörler, aydınlatma sistem ve bağlantıları ile diğer servis noktaları kolay temizlenecek biçimde tasarlanmalı, duvarlar, taban ve tavanlarkolay temizlenir ve gerektiğinde dezenfekte edilir özellikte olmalıdır.
    08. Aydınlatma, ısıtma ve havalandırma sistemleri yapılacak analizleri doğrudan veya dolaylı olarak etkilemeyecek nitelikte olmalıdır.
    09. Laboratuvarda ilk yardım için gerekli ilaç ve malzeme bulunan bir dolap ve ilk yardım talimatı bulunmalıdır.
    10. Laboratuvarda yangına karşı gerekli önlemler alınmalı, bu konuda mutlaka itfaiyeden uygunluk belgesi alınmalıdır.
    11. Laboratuvar binasının çevresinde kirliliğe yol açacak çöp, atık yığınları, su birikintisi ve zararlı canlıların yerleşmesine uygun ortamlar bulunmamalıdır.
    12. Personelin iş güvenliği için uygun giysi ve donanım kullanması sağlanmalıdır. Laboratuvarda mutlaka laboratuvar önlüğü ile çalışılmalıdır. Laboratuvar önlüğü tercihan yanmayan kumaştan, normal uzunlukta ve uygun bedende olmalıdır.
    13.Uzun saçlar toplanmalı, ya topuz yapılmalı veya yanmaz bone içine alınmalıdır. Ayakkabılar laboratuvarda çalışmaya uygun olmalı, burnu açık ayakkabı giyilmemelidir.
    Tuvaletler laboratuvar bölümlerine açılmamalıdır.
    14. Laboratuvarda herhangi birşey yenilip içilmemeli (özellikle sigara), çalışırken eller yüze sürülmemeli, ağıza herhangi birşey alınmamalıdır.
    15. Laboratuvarın her bölümünde temizlik, sanitasyon dezenfeksiyon işlemleri yazılı talimatlara göre periyodik olarak yapılmalı, kayıtları tutulmalıdır.
    16. Çalışan personelin periyodik sağlık kontrolleri yapılmalı, bulaşıcı bir hastalığı olan veya taşıyıcı olduğu belirlenen personel çalıştırılmamalıdır.
    17. Kullanıldıktan sonra her bir eşya, alet veya cihaz belli ve yöntemine uygun biçimde temizlenerek yerlerine kaldırılmalıdır.
    18. Laboratuvarların giriş ¬ çıkışı denetlenmeli ve analiz yapılan bölümlere çalışanlar dışında kişilerin girmeleri engellenmelidir.
    19. Laboratuvarın faaliyet gösterdiği konulara göre ortaya çıkan atıklar doğrudan alıcı ortama verilmemeli, tekniğine ve mevzuata uygun bir biçimde etkisiz hale getirilmelidir.
    20. Atılacak katı maddeler çöp kutusuna atılmalıdır. İşi bitmiş, içinde sıvı bulunan beher, erlenmayer, tüp gibi temizlenecek cam kaplar da lavaboya konulmalı, masa üzerinde bırakılmamalıdır.
    21. Su, gaz muslukları ve elektrik düğmeleri, çalışılmadığı hallerde kapatılmalıdır.
    Malzemeler kendi malınızmış gibi kullanılmalıdır.
    22. Çalışmalarda dikkat ve itina ön planda tutulmalıdır.
    23. Laboratuvarda başkalarının da çalıştığı düşünülerek gürültü yapılmamalıdır. Asla şaka yapılmamalıdır.
    24. Laboratuvarda meydana gelen her türlü olay, laboratuvarı yönetenlere anında haber verilmelidir.
    25. Laboratuvarı yönetenlerin izni olmadan hiçbir madde ve malzeme laboratuvardan dışarı çıkarılmamalıdır.
    26. Katı haldeki maddeler şişelerden daima temiz bir spatül veya kaşıkla alınmalıdır. Aynı kaşık temizlenmeden başka bir madde içine sokulmamalıdır. Şişe kapakları hiçbir zaman alt tarafları ile masa üzerine konulmamalıdır. Aksi taktirde, kapak yabancı maddelerle kirleneceği için tekrar şişeye yerleştirilince bu yabancı maddeler şişe içindeki saf madde veya çözelti ile temas edip, onu bozabilir.
    27. Cam kapaklı şişeler açılmazlarsa, böyle hallerde şişe kapağına bir tahta parçası ile hafifçe vurularak gevşetilir. Bu fayda etmediği .................More Read....

    SDS-PAGE (PolyAcrylamide Gel Electrophoresis)

    SDS-PAGE (PolyAcrylamide Gel Electrophoresis)

    The purpose of this method is to separate proteins according to their size, and no other physical feature. In order to understand how this works, we have to understand the two halves of the name: SDS and PAGE.

    SDS

    Since we are trying to separate many different protein molecules of a variety of shapes and sizes, we first want to get them to be linear so that the proteins no longer have any secondary, tertiary or quaternary structure (i.e. we want them to have the same linear shape). Consider two proteins that are each 500 amino acids long but one is shaped like a closed umbrella whle the other one looks like an open umbrella. If you tried to run down the street with both of these molecules under your arms, which one would be more likely to slow you down, even though they weigh exactly the same? This analogy helps point out that not only the mass but also the shape of an object will detrmine how well it can move through and environment. So we need a way to convert all proteins to the same shape – we use SDS.

    Figure 1. This cartoon depicts what happens to a protein (pink line) when it is incubated with the denaturing detergent SDS. The top portion of the figure shows a protein with negative and positive charges due to the charged R-groups of the particular amino acids in the protein. The large H represents hydrophobic domains where nonpolar R-groups have collected in an attept to get away from the polar water that surrounds the protein. The bottom portion shows that SDS can break up hydrophobic areas and coat proteins with many negative charges which overwhelms any positive charge in the protein due to positively charged R-groups. The resulting protein has been denatured by SDS (reduced to its primary structure) and as a result has been lenearized.


     

    SDS (sodium dodecyl sulfate) is a detergent (soap) that can dissolve hydrophobic molecules but also has a negative charge (sulfATE) attached to it. Therefore, if a cell is incubated with SDS, the membranes will be dissolved and the proteins will be soluablized by the detergent, plus all the proteins will be covered with many negative charges. So a protein that started out like the one shown in the top part of figure 1 will be converted into the one shown in the bottom part of figure 1. The end result has two important features: 1) all proteins contain only primary structure and 2) all proteins have a large negative charge which means they will all migrate towards the positve pole when placed in an electric field. Now we are ready to focus on the second half – PAGE.

     

    PAGE

    If the proteins are denatured and put into an electric field, they will all move towards the positive pole at the same rate, with no separation by size. So we need to put the proteins into an environment that will allow different sized proteins to move at different rates. The environment of choice is polyacrylamide, which is a polymer of acrylamide monomers. When this polymer is formed, it turns into a gel and we will use electricity to pull the proteins through the gel so the entire process is called polyacrylamide gel electrophoresis (PAGE). A polyacrylamide gel is not solid but is made of a laberynth of tunnels through a meshwork of fibers (figure 2).

    Figure 2. This cartoon shows a slab of polyacrylamide (dark gray) with tunnels (different sized red rings with shading to depict depth) exposed on the edge. Notice that there are many different sizes of tunnels scattered randomly throughout the gel.


     

    .................More Read....

    Total RNA isolation protocol

    Total RNA isolation protocol

    The procedure is suitable for all types of tissues from wide variety of animal (and blood) and plant species. All steps are performed at weak acid pH (MOPS or MES free acids) and at room temperature (RT) (without ice) and without DEPC-treated water. RNA precipitate with lithium chloride (LiCl) for increased stability of the RNA preparation and improvement of cDNA synthesis. The following protocol is designed for small and large tissue samples (tissue volume 10-200 μl), which normally yield about 10-500 μg of total RNA.

    Materials for total RNA isolation

    • GuTC extraction buffer: 2.5 M guanidine thiocyanate, 0.1 M LiCl, 10 mM EDTA, 0.1 M MOPS, pH 4.6;
    • Phenol, pH 4.5-6.6;
    • Chloroform-isoamyl alcohol mix (24:1);
    • 100% isopropanol (isopropyl alcohol, 2-propanol);
    • 70% ethanol;
    • 10 M LiCl;
    • Fresh Milli-Q water (or Milli-Q ultrapure BioPak water) or autoclaved 1xTE (0.1 mM EDTA, 10 mM Tris-HCl, pH 7.0) or 1xTHE (0.1 mM EDTA, 2 mM Tris, 8 mM HEPES, pH 7.0). When an ultrafiltration cartridge (BioPak) is utilized at the point-of-use, the water is suitable for genomics applications (quality at least equivalent to DEPC-treated water) and cell culture.
    1. 2 ml Eppendorf Safe-Lock tube with tissue sample and glass boll freeze at -80°C, grind in the MM300 Mixer Mill for 5 min at 30 Hz.
    2. In 2 ml tube with mechanically disrupted tissue sample add fresh 1.5 ml GuTC extraction buffer, vortex very well, and incubate the samples at 60°C for 10-30 minutes. Spin at maximum speed on table microcentrifuge for 5-10 minutes.
    3. Transfer 1 ml of the supernatant (the pellet contains polysaccharides and high molecular weight DNA) to a fresh tube with 500 μl of phenol, vortex very well and incubate for 5 minutes.
    4. Add 400 μl of chloroform-isoamyl alcohol, vortex very well for 1 minute creating an emulsion (or in the MM300 Mixer Mill at 30 Hz). Spin at maximum speed on table microcentrifuge for 3 minutes at RT.
    5. Transfer the aqueous phase to a fresh microcentrifuge 2 ml tube with 700 μl of chloroform-isoamyl alcohol and vortex well (in the MM300 Mixer Mill for 2 min at 30 Hz). Spin at maximum speed on table microcentrifuge for 2 minutes at RT.
    6. Transfer the aqueous phase to a fresh microcentrifuge 2 ml tube with an equal volume of 2-propanol and mix well. Spin at maximum speed on table microcentrifuge at room temperature for 2 minutes. Wash the pellet once with 1.5 ml 70% ethanol. Spin immediately at maximum speed on table microcentrifuge at room temperature for 2 minutes.
    7. Dissolve the pellet (do not dry) in 400 μl 1xTE at 55°С about 10-20 min, with vortex.
    8. Optional: add an equal volume of 10 M lithium chloride, mix well, and chill the solution at -20°C for several hours (overnight). Spin at maximum speed on table microcentrifuge for 10 minutes. Carefully remove and discard (or save, Fig.1) supernatant (contains: small RNA < 200 nt and DNA). Wash pellet with 1 ml 70% ethanol, vortex well, microcentrifuge, discard the ethanol, don’t dry the pellet. Dissolve the pellet in 200-400 μl fresh milliQ water (BioPak) or 1xTE.

    Load 5 μl of the solution onto a standard (non-denaturing) 1.5 % agarose gel with 0.5x TBE buffer to check the amount and integrity of the RNA. Add ethidium bromide (EtBr) to the gel to avoid the additional (potentially RNAse-prone) step of gel staining. Load a known amount of DNA in a neighboring lane to use as standard for determining the RNA concentration. Intact RNA should exhibit sharp band(s) of ribosomal RNA.

    Notes

    1. There is widespread belief that RNA is very unstable and therefore all the reagents and materials for its handling should be specially treated to remove possible RNAse activity. We have found that purified RNA is rather stable and, ironically, too much anti-RNAse treatment can become a source of problems. This especially applies to DEPC-treating of aqueous solutions, which often leads to RNA preparations that are very stable but completely unsuitable for cDNA synthesis. We have found that simple precautions such as wearing gloves (only for your protection from chemicals), avoiding speech over open tubes, using aerosol-barrier tips, and using fresh 1xTE (or 1xTHE) solution (or Milli-Q ultrapure BioPak water) for all solutions are sufficient to obtain stable RNA preparations.
      When an ultrafiltration cartridge (BioPak) is utilized at the point-of-use, the water is suitable for genomics applications (quality at least equivalent to DEPC-treated water) and cell culture. The BioPak cartridges has been validated in Millipore laboratories to warrant the production of pyrogen-free (less than 0.001 Eu/ml), RNAse-free (less than 0.01 ng/ml) and DNase-free (less than 4 pg/μl) ultrapure water, while maintaining both the .................More Read....

    Pages: 1 2 3 4 5 ileri


    Biyokimyaci Dost Linkler
    Kongretr.com  | Forumakademi  | Biyokimyaci  | polymorphisms  | Fotoanaliz  |